Cycle évolutif du genre Plasmodium

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Cycle évolutif d’une filaire

Pour décrire le cycle évolutif d’une filaire, Wuchereria bancrofti appelé communément filaire de Bancroft est choisi comme exemple – type. Deux hôtes sont nécessaire a cet effet :
– un hôte définitif (Homme)
– un hôte intermédiaire (Moustique)
Ce cycle est décrit par Golvan (1978) et illustré arp la figure 3 (p.9):
«les microfilaires sont entraînées par la lymphe et sont déversées dans le sang où elles paraissent vivre environ 3 mois. Elles sont pourvues d’une gaine et mesurent 300 de long et 8 de large. Leur périodicité est nocturne, c’est-à-dire qu’elles croissent près de 400 fois plus nombreuses dans le sang périphérique, la nuit que el jour. Pendant la journée, elles se réfugient essentiellement dans le système artériel profond. Elles pénètrent surtout dans les capillaires pulmonaires, le cœur gauche et l’aorte. Elles devie nnent plus rares dans le sang veineux, absentes du foie et de la rate, ainsi que de la moelle osseuse.
Les vecteurs sont des moustiques qui piquent au crépuscule ou la nuit. Le principal vecteur est Culex pipiens fatigans, très largement répandu autour du globe, dans les zones chaudes, piquant à l’intérieur des maisons. Dans certaines régions interviennent également des Anophèles (A. gambiae, A.funestus) ou des Aëdes. Ces insectes infestent les hôtes en absorbant les embryons du sang. Arrivées dans l’estomac du moustique, les microfilaires perdent leur gaine, traversent l’épithélium digestif et tombent dans la cavité générale. Elles vont passer dans les muscles thoraciques où elles terminent leur évolution ; 6 à 20 jours plus tard, elles atteignent le stade III infestant et gagnent la gaine de la trompe. Lorsque le moustique pique, la gaine ne pénètre pas dans la plaie. Elles’infléchit, sa partie moyenne devient béante et permet la sortie des larves. Certains s’engagent dans les labelles qui sont les deux petits appendices qui terminent le labium, écartent les 3 valves qui les forment et sortent par leur extrémité. Lorsque le moustique boit de l’eau sucrée, les larves s’échappent et ceci explique que l’insecte se « déparasite » spontanément.
Les larves pénètrent activement dans la peau, puis gagnent les espaces lymphatiques. Trois mois plus tard, des filaires adultes peuvent déjà être trouvés dans les ganglions. Les adultes (mâles et femelles) vivent p elotonnés sur eux-mêmes, dans les vaisseaux lymphatiques, en amont des ganglions. Ils peuvent aussi s’établir dans le ganglion lui-même mais ils semblent ne pas pouvoir le franchir. Ils gênent la circulation et, surtout après leur mort, déterminent des phénomènes d’inflammation locale. eurL longévité est d’au moins 15 ans».

Historique des microfilaires décrites chez esl Lémuriens

Quatre (4) espèces de microfilaires ont été signalées et décrites par les auteurs antérieurs chez les Lémuriens.
– En 1912, Plimmer a identifié une espèce de microfilaire qu’il a nommé provisoirement Microfilaire sp chez Lemur mongoz Linée, 1766 etLemur coronatus Gray, 1842, en captivité au Parc Zoologique de Londres.
– Chandler (1929) a découvert des microfilaires chez un Varecia variegata rubra (Kerr, 1792), en captivité au Parc Zoologique de Calcutta. Il s’agit de Protofilaria furcata.
– En 1955, Chabaud et Choquet ont décelé Dipetalonema petteri chez les Lémuriens hôtes qui ont été capturés dans la nature:
· Lemur fulvus rufus Audebert 1799 (provenant de Périnet)
· Lepilemur ruficaudatus A. Grandidier, 1867 (provenant d’Ampijoroa).
· Microcebus murinus Miller, 1777 (provenant d’Ampijoroa).
– Chabaud et Petter (1955) ont rencontré une seule filaire femelle dont l’ovéjecteur est empli de microfilaires chez un Propithecus verreauxi A. Grandidier, 1867.
Ils ont considéré l’espèce comme nouvelle, et l’ontdénomméeDirofilaria pauliani n. sp.

SITE D’ETUDE

Situation géographique

Le travail a été effectué dans la région sud-est deMadagascar, au niveau du Parc National de Ranomafana et dans la zone périphérique(figure 4, p.12).
Le Parc National de Ranomafana est situé entre 47º18 et 47º37′ est, et entre 21º02′ et 21º25 sud et de 40613ha de superficie (Nicoll et Langrand, 1989). Sa végétation est du type forêt tropicale humide. Son altitude est comprise entre 400m et 1400mètres. Le travail a été réalisé dans le Parc et localisé dans les stations:
•Talatakely: caractérisé par une forêt secondaire,erturbéep par les activités humaines.
Son altitude est de 1100m (Grenfell, 1995).
•Valohoaka: situé à 8km au sud de Talatakely, formépar une forêt primaire perturbée par les activités humaines dont l’altitude varie de 850m à 1020m (Haingotiana, 1999).
Le Parc National de Ranomafana est entouré d’une zone périphérique, qui abrite 25.000 habitants (Grenfell, 1995) et englobe 96 villages, situé à l’intérieur d’une étendue large de 3km autour du périmètre du Parc.
La zone périphérique concernée est située à’estl de Ranomafana entre les villages Torotosy, Fohabe et Beremby. C’est une forêt secondaire formée par plusieurs fragments. Cette étude est effectuée dans les fragments dénommés H13, H10A et H10C dont les altitudes sont les suivantes :
– H13: 700m à 800m (Lehtonen, comm.pers)
– H10A: 600m à 750m (Lehtonen, comm.pers)
– H10C: 800m à 850m (Lehtonen, comm.pers).

Flore

Grenfell (1995) a classifié le Parc en 3 types, d’après l’altitude et les troubles forestières.
· Les forêts indigènes du haut plateau, situées sura lcôte ouest du Parc, allant des forêts ombrophiles de petite stature a une altitude comprise entre 1100 m à 1300 m, aux forêts denses de plus haute altitude de 1300 m à 1400 m. Ces forêts sont indispensables à la protection des ressources hydriques.
· Les forêts ombrophiles de la zone intermédiaire, tuéessi entre 600 m à 1100 m d’altitude sont une mosaïque de:
1-forêts secondaires régénérées après tavy
2- forêts primaires sélectivement abattues
3- forêts primaires
Ces forêts deviennent les plus exposées aux pressions anthropiques et à l’exploitation commerciale du bois. Elles sont actuellement les zones présentant la plus grande diversité biologique.
· Les forêts de basses terres, à moins de 600m d’altitude et autrefois situées à l’est du Parc. Elles ont pratiquement disparu à cau se du tavy et du feu de brousse. La majorité des forêts humides de basses terres ont été remplacées par des herbages improductifs dominés par Aristida sp et Imperata cylindrica.

Faune

Le Parc abrite 40 espèces de Mammifères, 111 espèce d’Oiseaux, 36 espèces de Reptiles, 47 espèces d’Amphibiens ainsi que d’autres groupes comme les Poissons et les Insectes (Grenfell, 1995).
Parmi les Mammifères, Ranomafana possède des Carnivores, des Lémuriens et des Micromammifères.
En ce qui nous concerne, nous nous sommes intéressé par les Lémuriens.
Par conséquent, les autres groupes des animaux du Parc sont cités dans l’annexe I.
· Les Lémuriens
12 espèces sont recensées dont 7 diurnes et 5 nocturnes – Les espèces diurnes :
Propithecus diadema edwardsi A. Grandidier, 1871
Eulemur fulvus rufus Audebert, 1799
Eulemur rubriventer I. Geoffroy, 1850
Varecia variegata variegata Kerr, 1792
Hapalemur aureus Meier et al. 1987
Hapalemur griseus griseus Link, 1795
Hapalemur simus Gray, 1870.
– Les espèces nocturnes
Microcebus rufus I.Geoffroy, 1828
Cheirogaleus major Geoffroy, 1812
Avahi laniger laniger Glemin, 1788
Lepilemur microdon Forsyth Major, 1894
Daubentonia madagascariensis Glemin, 1988.
Toutes ces espèces sont plus souvent rencontrées à Talatakely sauf Varecia v. variegata, Lepilemur microdon et Daubentonia madagascariensis.

Sols

Les sols dans le Parc National de Ranomafana sont généralement acides et de faible fertilité naturelle (Grenfell, 1995). On observe surtout des sols humifères noirâtres, assez profonds, existant dans les zones forestières, et des sols ferralitiques rouge-jaune, parfois bruns, peu profonds, qui se trouvent dans certaines parties dégradées (Razafimamonjy, 1987).

MATERIELS ET METHODES

Matériel biologique

Lémuriens

Ils sont endémiques à Madagascar, leur répartitiondépend de la région et du type de la forêt. Les Lémuriens sont, parmi les animaux,les plus sensibles aux variations des écosystèmes et en particulier à la pression humaine venant du « tavy » et de la chasse. En effet, beaucoup d’espèces disparaissent avec la déforestation et la dégradation du milieu (Goodman et Razafindratsita, 2001).
Du point de vue systématique, ils appartiennent à l’infra-ordre des LEMURIFORMES Gregory, 1915, qui comprend 5 principales familles, dont les familles de LEMURIDAE Gray, 1821, LEPILEMURIDAE Rumpler et Rakotosamimanana, 1972, INDRIIDAE Burnett, 1828, DAUBENTONIIDAE Gray, 1870, et CHEIROGALEIDAE Gregory, 1915. Ces familles se répartissent en 36 espèces (Petter et al. 1977) dont 12 d’entre elles sont rencontrées dans le Parc National de Ranomafana. Nous donnons ci-après les principaux caractères des espèces étudiées au coursde ce travail.

Propithecus diadema edwardsi

Cette espèce (figure 6, p.17) est localisée dans la forêt humide de l’est entrela rivière Mangoro et Mananara (Tattersal, 1982). Elle vit par groupe de 4 à 8 individus (Wright, 1987), son poids varie de 5000g à 6500g (Nick, 1999 ). Tous les propithèques sont diurnes, et se nourrissent de feuilles, fruits, fleurs, bourgeons et écorce de bois mort (Petter et al. 1977).

Avahi laniger laniger

Cette espèce (figure 7) se rencontre dans la forêt pluviale de l’est entr Andapa et Taolagnaro (Petter et al. 1977). Ce sont des animaux nocturnes. Son régime alimentaire est le même que celui des propithèques. Le nombre par groupe est supérieur à 5. Leur poids varie suivant le sexe; le mâle pèse entre 900 à 1200g et la femelle 1000 à 1300g (Nick, 1999).

Eulemur fulvus rufus

Sa distribution se situe à l’est près de la rivièreMangoro, au sud jusqu’au Massif d’Andringitra et à l’ouest entre la rivière Betsibo ka jusqu’ à la rivière Fiherena à côté de Tuléar. Le nombre d’individus par groupe varie suivant la région; à l’est 6 à 18 individus et à l’ouest 4 à 17 individus (Mittermeier et al. 1994).
E. f. rufus (figure 8) présente un dimorphisme sexuel : le mâle est gris, tandis que la femelle est rousse, il pèse environ 2000g à 2750g.
Son régime alimentaire est varié, il se nourrit defruits, feuilles, fleurs et gousses, mais l’Eulemur fulvus rufus de l’est, selon Overdorff (1991) se nourrit de boue, d’insectes et de fruits principalement. C’est une espèce cathémerale(Grenfell, 1995).

Prélèvement de sang

La prise de sang est réalisée par ponction de la veine fémorale à l’aide des seringues et des aiguilles stériles. Pour chaque animal, 1 ml desang a été prélevé en vue de réaliser le frottis sanguin et surtout pour l’étude phylogénique des plasmodies (par une autre étudiante).

Frottis sanguin

Après la prise de sang, 2 procédés ont été utilisés:
– frottis mince
– goutte épaisse
Chaque Lémurien capturé a fait l’objet de 3 frottisminces et 3 gouttes épaisses.

Frottis mince

Une petite goutte de sang obtenue par ponction veineuse est prélevée. La goutte ainsi obtenue est disposée à 1cm environ du bord d’une lame porte-objet bien propre et dégraissée. Une deuxième lame est placée en faisant un angle de45° avant la goutte, suivie d’un glissement vers la goutte sans modification de son angle d’inclinaison. Dès que le contact est établi entre le sang et la deuxième lame, le sang fuse par capillarité tout au long de son bord. La lame est poussée vers l’autre bout opposé du porte-objet pour obtenir une couche mince et homogène où les éléments sanguins sont uniformément répartis,ans se superposer, ce qui facilite la recherche des parasites intraglobulaires. Pour éviter une éventuelle rétraction des hématies, la lame est séchée rapidement par agitation à l’air libre, sanschauffage. (Voir figure 14).

Inventaire des Lémuriens infestés par des microfilaires

Parmi les 84 individus capturés dans le Parc National de Ranomafana et sa zone périphérique, 4 animaux sont infectés par les microfilaires. Les espèces de Lémuriens porteuses sont de la famille des LEMURIDAE :
· 2 Eulemur rubriventer de la zone périphérique
· 2 Eulemur fulvus rufus du Parc National de Ranomafana
L’individu Eulemur fulvus rufus capturé du 15-05-01 est parasité à la fois par la microfilaire et le plasmodium (Tableau 7- p 42).

La parasitémie

La parasitémie pour chaque animal positif est présentée dans letableau 7 (p. 41). Le nombre de microfilaires observées sur chaque animal positif est inférieur à 10. Si l’on se réfère à la classification semi-quantitative établie par Raharimanga et al. 2002 la parasitémie trouvée se situe à la classe + (1 à 9 microfilaires ). Seuls les mâles ont été trouvés positifs.
Une seule microfilaire a été décelé sur frottis mince, pour les lames nº5, nº16 et nº68. Par contre, 9 microfilaires sont identifiéessur E. f. rufus nº15. Parmi ces 9 microfilaires, 6 sont rencontrées en frottis mince et 3 sont observées en goutte épaisse.

DISCUSSIONS

Inventaire des espèces parasitées

Au cours des travaux de Rabetafika L. (1995), 191 Lémuriens ont été capturés dont 105 sont porteurs de plasmodies. Les Lémuriens positifs appartiennent à 5 espèces : Eulemur rubriventer, Lemur macaco macaco, Lemur macaco flavifrons, Lemur fulvus fulvus et Lepilemur mustelinus (Tableau 1, Annexe II, p iii). Elles sont de la famille des LEMURIDAE. Tandis que dans la famille des INDRIIDAE, Uilenberg (1970), a observé de rares trophozoïtes chez Avahi laniger alors qu’en 1990, Rabetafika L. a rencontré le plasmodiumchez 2 P. v verreauxi, c’est la deuxième espèce trouvée positive chez les INDRIIDAE. En effet, le plasmodium n’a pas été uniquement rencontré chez les LEMURIDAE.
D’après ces résultats, parmi les 84 Lémuriens capturés, 8 seulement sont positifs aux plasmodiums (Tableau 3, annexe IV, viii) et ils appartiennent tous à la famille des LEMURIDAE (E. rubriventer et E.f. rufus). Quant au taux de parasitisme qui prévaut dans le Parc National de Ranomafana (PNR), parmi les 7 Lémuriens (3 E. rubriventer et 4 E.f. rufus) étudiés par Rabetafika L. (1988) un seul E. rubriventer est porteur de Plasmodium. Cependant, les résultats montrent un taux de parasitisme de 9,52% pour l’ensemble de la population étudiée. Il est à rappel1er que les taux de parasitisme des Lémuriens dans la zone périphérique (6,66%) et dansle PNR (10,11%) demeurent bas .
La parasitémie reste très faible, elle est de l’ordre de 0,005% à 0,017%. Selon les travaux de Rabetafika L. (1988) cette parasitémie peut atteindre jusqu’à 0,04%. Ces animaux positifs sont naturellement infectés, aucune manifestation clinique, ni état fébrile des animaux n’ont été observés. La faiblealeurv de la parasitémie amène à penser que son système immunitaire le protègerait contre ’invasionl du parasite (Rabetafika L., 1988).Sur le plan physiopathologie, les Lémuriens semblent supporter naturellement leurs plasmodies, quelle qu’en soit l’espèce.

En ce qui concerne les microfilaires des Lémuriens,peu de travaux ont été effectués. En effet, la majorité des chercheurs antérieurs a identifié les espèces à partir des filaires adultes. R. Paulian (1958) n’a trouvé qu’un seul exemplaire de filaire adulte femelle chez P. v. verreauxi capturé à Behara dont l’ovéjecteur est empli de microfilaires. Ainsi, la description qui en a été établir est basée sur la forme de la tête, la cuticule, la forme de l’œsophage, la pointe caudale, la position de la vulve… et ses microfilaires mesurent en moyenne 290 µm de long et 4 µm de large . Chabaud et Choquet (1955) ont également isolé un exemplaire de filaire adulte selon les mêmes critères que ceux utilisée par R. Paulian.
Dans la présente étude, 04 animaux seulement sont ecensésr porteurs de microfilaires (Tableau 3, annexe IV, p.vii). Le taux de parasitisme reste très faible : 13,33% des animaux capturés dans les fragments (H , H et H ) sont positifs contre 13 10A 10C 2,89% dans le Parc National de Ranomafana. Concernant la parasitémie des microfilaires, un taux assez faible a pu être obtenu. Ceci pourrait s’expliquer par le fait que le prélèvement a été effectué pendant la journée. En effet, ces microfilaires auraient une périodicité nocturne pareille à celle de Wuchereria bancrofti, c’est à dire qu’elles seraient plus nombreuses da ns le sang périphérique pendant la nuit que le jour. Pendant al journée où l’animal vit en pleine activité, les microfilaires se réfugieraient dans el système artériel profond. Il en résulte qu’elles deviendraient rares et indécelables dans le prélèvement de sang effectué le jour.

Espèces plasmodiales

· Statut taxonomique
Pour identifier les différents stades d’une espècedu genre Plasmodium, les mêmes principes que Landau etal. 1989 sont retenus.
L’évolution des formes asexuées d’une espèce donnée, depuis le trophozoïte jusqu’au schizonte mûr, est relativement aisée à suivre, de nombreux caractères morphologiques du parasite et de sa cellule hôte étant spécifiques et présent durant tout le développement. Il est plus difficile d’identifier les gamétocytes. Les critères utilisés ont été surtout morphologiques, par exemple, les altérations de la cellule hôte, qui sont comparables chez les formes asexuées et sexuées, ainsi que la présence ou non d’un granule chromatinien. Le rattachement des gamétocytes à l’une ou l’autre des espèces décrites peut devenir, dans certains cas, aléatoire, c’est la raison pour laquelle un schizonte mûr de chaque espèce est toujours choisi comme matériel-type.
· Données taxonomiques
Dans les tableaux (Tableaux 4 et 5, annexe V) les principaux caractères différentiels des 8 plasmodies de Lémuriens actuellement décrites et reconnues d’après les travaux antérieurs (Rabetafika, 1988 et Landau et al. 1989) sont regroupés. Il en ressort deux classes : la classe qui regroupe les espèces ne modifiant pas ou peu le volume de l’hématie hôte et celle provoquant une hypertrophie du globule rouge.
– Espèce ne modifiant pas la taille du globule rouge

Plasmodium girardi

Il se caractérise par:
– la vacuole très nette «paraissant trouer l’hématie» du trophozoïte jeune.
– le schizonte mûr avec 8 à 10 mérozoïtes, et un pigment périphérique.
– hématie hôte non hypertrophiée ni décolorée.

Plasmodium coulangesi

Il se différencie de toutes les autres espèces parla petite taille de ses formes asexuées, le faible nombre (6) de mérozoïtes des schizontes et l’évolution dans un globule rouge non modifié.

Plasmodium percygarnhami

– La vacuole est peu visible (diffère de P. girardi)
– Les schizontes produisent 16 à 20 mérozoïtes
– La cellule hôte présente des importantes déformations caractéristiques en «feuille de houx» ou en « oursin » et pouvant êtredécolorée pour les parasites âgés.

Plasmodium n.sp

– Le nombre de mérozoïtes est de 16.
– L’hématie hôte garde un contour régulier, parfois piriforme ou semblable aux hématies parasitées parPlasmodium ovale chez l’Homme
– La taille des gamétocytes est de 7 – 8 µm est nette ment supérieure à celle de P. percygarnhami mais se rapprochent de P. girardi.
– Espèces augmentant la taille de hématie hôte

Plasmodium foleyi

C’est un parasite très amiboïde, ce qui le différencie de toutes les autres espèces. Il siège dans un globule rouge encore plus hypertrophié que celui des autres espèces du groupe. hématie hôte est décolorée et dépourvue de granulation.

Plasmodium bucki

Présence de tâches de type Maürer dans le cytoplasm e de la cellule hôte Le globule rouge parasité est de couleur rose.

Plasmodium uilenbergi

Se caractérise essentiellement par:
– la présence de grains de Ziemann dans le globulerouge
– la présence d’un granule chromatinien accessoire dans les gamétocytes des deux sexes.

Table des matières

INTRODUCTION
CHAPITRE I : DONNEES DE LA LITTERATURE
I.1- Genre Plasmodium
I.1.1- Position systématique
I.1.2- Cycle évolutif du genre Plasmodium
I.1.3- Historique du plasmodium de Lémuriens
I.2- Microfilaire
I.2.1- Position systématique
I.2.2- Cycle évolutif d’une filaire
I.2.3- Historique des microfilaires
CHAPITRE II : SITE D’ETUDE
II.1- Situation géographique
II.2- Climat
II.2.1- Température
II.2.2- Pluviométrie
II.3- Flore
II.4- Faune
II.5- Sols
CHAPITRE III : MATERIELS ET METHODES
III.1- Matériel biologique
III.1.1- Les Lémuriens
III.2- Technique d’étude
III.2.1-Mode de capture des Lémuriens
III.2.2- Prélèvement de sang
III.2.3- Frottis sanguin
III.2.4- Fixation du frottis sanguin
III.2.5- Coloration des lames
III.2.6. Examen du frottis sanguin
III.2.7. Mode d’identification des différentes espèces de microfilaires
CHAPITRE IV: RESULTATS ET INTERPRETATION
IV.1. Inventaire des Lémuriens impaludés
IV.1.1- Parasitémie
IV.1.2- Taux de parasitisme
IV.1.3- Description morphologique des formes plasmodiales observées
IV.2- Inventaire des Lémuriens infestés par des microfilaires
IV.2.1- Parasitémie
IV.2.2- Taux de parasitisme
IV.2.3- Description morphologique des microfilaires observées
IV. 2.4 Description anatomique des microfilaires
CHAPITRE V : DISCUSSION
I- Inventaire des espèces parasitées
II- Espèces plasmodiales
III. Microfilaires
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE

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