Bandelette urinaire chez le chien

Bandelette urinaire chez le chien

Principes analytiques des tests

Les tests des bandelettes urinaires sont basés sur des réactions chimiques relativement simples faisant intervenir un ou plusieurs indicateurs colorés. Les principes analytiques des tests sont identiques entre les trois bandelettes même si les réactifs ou les indicateurs colorés utilisés ne sont pas toujours les mêmes.

 Densité
Ce test traduit la concentration ionique de l’urine : le bleu de bromothymol (indicateur de pH) vire du bleu au vert-bleu puis au jaune par gain de protons libérés par un complexe en présence de cations.

PH
Plusieurs indicateurs colorés réagissent spécifiquement avec les protons présents dans l’urine, couvrant ainsi une large gamme de pH. Le bleu de bromothymol et le rouge de méthyle sont communs aux trois bandelettes urinaires de l’étude et la phénolphtaléine est présente uniquement dans la bandelette A.

Leucocytes
Le test est basé sur l’activité des estérases granulocytaires présentes dans l’urine. Ces enzymes catalysent l’hydrolyse d’un ester (ester indoxylique pour la bandelette A, un ester amino pyrrolique pour les bandelettes B et C) et le produit de cette dégradation va ensuite réagir avec l’indicateur coloré, un sel de diazonium, formant ainsi un produit violet.

Nitrites
Le test repose sur le principe de la réaction de Griess : en milieu tamponné acide, les nitrites présents dans l’urine réagissent avec le sulfanilamide pour la bandelette A ou l’acide para-arsanilique pour les bandelettes B et C, pour former un composé de type diazonium qui se lie ensuite à l’indicateur coloré (1,2,3,4tetrahydrobenzo(h)quinolin-3-ol) pour former un composé azoïque rougeâtre.
Protéines
Le principe du test est celui dit de « l’erreur protéique » des indicateurs de pH. En milieu fortement tamponné (pH = 3), la variation de couleur de l’indicateur coloré est due à la présence de protéines avec lesquelles il échange des protons. L’indicateur coloré est le TTS (tétrachlorophénol-tétrabromosulfophthaléine) pour la bandelette A ou le bleu de tétrabromophénol pour les bandelettes B et C.
Glucose
Le test est basé sur la réaction spécifique glucose-oxydase/peroxydase. La glucose oxydase (GOD) permet la formation d’acide gluconique et de peroxyde d’hydrogène à partir de l’oxydation du glucose puis la peroxydase (POD) oxyde ensuite l’indicateur coloré (tétramétylbenzidine ou iodure de potassium) à l’aide du peroxyde d’hydrogène pour former un composé bleu.
Corps cétoniques
La détection des corps cétoniques (l’acide acéto-acétique, le β-Dhydroxybutyrate et l’acétone) repose sur le principe de la réaction de Legal : les corps cétoniques réagissent avec le nitroprussiate en milieu alcalin pour former un complexe violet.
Urobilinogène
Le test utilise ici le principe de la réaction d’Ehrlich : l’urobilinogène réagit avec l’indicateur coloré (le para-diéthylaminobenzaldéhyde ou le sel de méthoxy-benzènediazonium) en milieu fortement acide pour former un composé rouge.
Bilirubine
Le test est basé sur le couplage de la bilirubine et de l’indicateur coloré (la dichloro-aniline diazotée ou le sel de dichloro-benzène-diazonium) en milieu fortement acide pour former un composé violet.
 « Sang »
Le test repose sur l’activité peroxydasique du noyau hème de l’hémoglobine et de la myoglobine qui catalyse la réaction d’oxydation de l’indicateur coloré (le 3,3’,5,5’ tétra-méthylbenzidine) par un hydro peroxyde organique contenu dans la plage réactive. Il se forme ainsi un composé bleu, qui donne avec le fond jaune de la plage réactive une coloration verte. Les érythrocytes intacts contenus dans l’urine sont lysés sur la plage réactive et l’hémoglobine ainsi libérée réagit en formant des points verts sur le fond jaune. Au contraire, l’hémoglobine (ou myoglobine) dissoute dans l’urine provoque une coloration verte uniforme. Ceci permet de faire la distinction entre une hématurie vraie et une hémoglobinurie (ou myoglobinurie).

Table des matières

REMERCIEMENTS
LISTE DES ABBREVIATIONS
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX INTRODUCTION
PARTIE I : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE
1. Etude des notices d’utilisation des bandelettes urinaires
1.1. Généralités, indications d’utilisation
1.2. Conditionnement et conservation
1.3. Structure des bandelettes
1.4. Principes analytiques des tests
1.4.1. Densité
1.4.2. pH
1.4.3. Leucocytes
1.4.4. Nitrites
1.4.5. Protéines
1.4.6. Glucose
1.4.7. Corps cétoniques
1.4.8. Urobilinogène
1.4.9. Bilirubine
1.4.10. « Sang »
1.5. Performances des tests
1.5.1. Seuils de détection et plages de mesure
1.5.2. Sensibilité et spécificité
1.5.3. Exactitude : comparaison avec les méthodes de référence
1.5.4. Limites des tests et interférences
1.5.4.1. pH
1.5.4.2. Densité
1.5.4.3. Leucocytes
1.5.4.4. Nitrites
1.5.4.5. Protéines
1.5.4.6. Glucose
1.5.4.7. Corps cétoniques
1.5.4.8. Urobilinogène
1.5.4.9. Bilirubine
1.5.4.10. « Sang »
1.5.5. Précision, répétabilité et reproductibilité
1.5.6. Contrôle qualité interne
1.6. Préparation de l’échantillon et procédure d’utilisation de la bandelette
1.7. Lecture des bandelettes
1.7.1. Lecture visuelle
1.7.2. Lecture automatisée
2. de la bandelette urinaire chez le chien
2.1. Performances Utilisation des tests pour l’espèce canine
2.1.1. pH
2.1.2. Densité
2.1.3. Leucocytes
2.1.4. Nitrites
2.1.5. Protéines
2.1.6. Glucose
2.1.7. Corps cétoniques
2.1.8. Urobilinogène
2.1.9. Bilirubine
2.1.10. « Sang »
2.2. Choix d’une bandelette urinaire chez le chien
2.3. Choix du mode de lecture : visuelle ou automatique ?
2.4. Choix du mode de prélèvement chez le chien
3. Bilan : usage de la bandelette urinaire en pratique en médecine vétérinaire
PARTIE II : ETUDE EXPERIMENTALE
1. Problématiques et objectifs
2. Matériels et méthodes
2.1. Personnes impliquées
2.2. Période et lieu de l’étude
2.3. Sélection des animaux
2.3.1. Critères d’inclusion
2.3.2. Critères d’exclusion
2.3.3. Fiches de renseignements et d’analyse
2.4. Etapes pré-analytiques
2.4.1. Prélèvement des urines
2.4.2. Préparation des urines
2.4.3. Délai entre collecte et analyse
2.5. Etapes analytiques
2.5.1. Détermination du pH urinaire
2.5.2. Détermination de la densité urinaire
2.5.3. Utilisation des bandelettes urinaire
2.6. Rassemblements des données
2.7. Analyses statistiques
3. Résultats
3.1. Population
3.2. Résultats descriptifs
3.3. Comparaisons statistiques
3.3.1. Comparaison du mode d’utilisation des bandelettes : immersion versus imbibition
3.3.2. Comparaison des bandelettes A, B et C
3.3.2.1. Par immersion
3.3.2.2. Par imbibition
3.3.3. Papier pH versus bandelette
3.3.4. Densité : réfractomètre portable versus bandelette
4. Discussion
4.1. Utilisation des trois bandelettes en pratique
4.2. Limite de l’étude
4.3. Interprétation des résultats
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
ANNEXES

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