De la description morphologique à celle cytogénétique et moléculaire

Télécharger le fichier pdf d’un mémoire de fin d’études

Répartition deAs vecteurs du paludisme

Les anophèles ont une répartition quasiment mondiale à l’exception des zones polaires. Dans la région intertropicale de l’Afrique, les zones de reproduction des anophèles vecteurs du paludisme connaissent une extension suite à la déforestation et des aménagements hydro-agricoles comme la riziculture (Djegbe et al., 2017). Les gîtes d’anophèles sont très diversifiés et comprennent des collections d’eau calme plus ou moins temporaires, peu profondes et ensoleillées (certaines espèces du complexe gambiae), permanentes ou semi-permanentes avec une végétation flottante ou dressée (An. funestus, An. pharoensis), salées ou saumâtres (An. melas, An. merus), des eaux courantes (An. nili), mares résiduelles de décrue, collection d’eau des sous-bois entre autres (Guèye, 2015).
An. arabiensis est plus abondant dans zones sahéliennes et soudano-sahéliennes alors qu’An. gambiae est prédominant dans les régions de savane humide. An. gambiae et An. arabiensis sont sympatriques dans presque tout le territoire sénégalais et leurs fréquences relatives varient en fonction des conditions climatiques.
An. melas du fait de son affinité aux eaux saumâtres, est localisé sur toute la zone littorale allant du delta du fleuve du Sénégal au nord, à la frontière sud du pays. Il est surtout abondant dans le sud-ouest du pays incluant la Gambie mais également à l’intérieur des terres le long des cours d’eau du Sine-Saloum et de la Casamance jusqu’aux limites de la remontée des eaux marines. Il est aussi présent dans les mangroves du Sine-Saloum, de la basse Casamance et de Saint-Louis (Diop et al., 2002).
An. funestus, absent auparavant des zones sahéliennes suite aux sécheresses récurrentes des années 70, est actuellement présent dans toutes les zones biogéographiques du Sénégal notamment dans les localités à proximité de zones marécageuses ou de cours d’eau (Konaté et al., 1999; Dia et al., 2003). An. pharoensis est présent également dans toutes les zones biogéographiques mais prédominant surtout dans les rizières des vallées des fleuves Sénégal et Casamance (Faye et al., 1995). La présence d’An. nili est signalée uniquement dans la zone du Sénégal oriental et de la Casamance alors qu’An. gambiae est prédominant les zones de savane humide (Robert et al., 1998).
L’évolution saisonnière de la végétation permet à certaines espèces de se succéder dans le temps. C’est ainsi que dans les rizières, par exemple, les espèces du complexe Gambiae, héliophiles, pullulent lors de la mise en eau et du repiquage et sont progressivement remplacées, avec la croissance du riz, par des espèces qui recherchent l’ombre et l’abri d’une végétation dressée telles qu’An. pharoensis en Afrique de l’Ouest et An. funestus à Madagascar par exemple (Mouchet et al., 2004).

Le complexe Anopheles gambiae

De la description morphologique à celle cytogénétique et moléculaire

Selon Mayr (1942), les espèces sont décrites comme des « groupes de populations naturelles capables d’inter-croisements et reproductivement isolés d’autres groupes semblables ». Cette nouvelle perception a fortement souligné la condition d’existence de flux de gènes entre deux populations d’une même espèce, aboutissant à la description d’espèces morphologiques (Thiaw, 2014).
Par ailleurs, des différences écologiques constatées à l’état larvaire (Peterson, 1963), l’étude de l’héritabilité de la résistance à la dieldrine par croisements entre populations susceptibles et résistantes à cet organochloré et l’étude des croisements entre souches d’eau douce et saumâtre (Davidson, 1964) avaient conduit à la démonstration de l’existence de cinq écotypes appelés An. gambiae A (ou An gambiae s.s comme stricto sensu), An. gambiae B (ou An. arabiensis), An. gambiae C (An. quadriannulatus) qui sont des formes d’eau douce, An. melas et An. merus (formes d’eau saumâtre). Dès lors, An. gambiae fut décrite comme étant un complexe d’espèces différentes génétiquement mais identiques morphologiquement (Coluzzi et al., 1985). C’est par la suite que deux autres espèces furent décrites : l’espèce D (An. bwambae) apparentée à An. melas (White, 1973) et une autre nommée An. quadriannulatus B, espèce éthiopienne proche d’An. quadriannulatus Theobald. Le complexe se retrouva alors avec 7 espèces : An. arabiensis Patton 1905, An. bwambae White 1985, An. gambiae s.s Giles 1902, An. melas Theobald 1903, An. merus Dönitz 1902, An. quadriannulatus A Theobald 1911 et An. quadriannulatus B (Hunt et al., 1998). Cependant, de nombreuses études approfondies sur l’identification de différences fixées sur l’ADNr de la région des segments intergéniques (IGS) situé sur le chromosome X ont conduit à l’identification de deux formes moléculaires M et S avec une distribution qui s’étend des zones de forêt aux zones de savane. La forme S est présente dans les aires de distributions africaines. Elle se reproduit principalement dans des collections d’eau dépendant de la pluie et de flaques d’eau temporaires tandis que la forme M prédomine dans les habitats associés à des activités humaines telles l’irrigation, la riziculture, l’urbanisation entre autres (Niang et al., 2018).
Tout comme la biologie moléculaire, l’outil cytogénétique utilisant les chromosomes polythènes s’est donc montré performant pour la détermination des espèces du complexe An. gambiae s.l. Cependant, son application est assez fastidieuse et ne peut être accomplie que chez des femelles semi-gravides ou des larves de 4e stade. Pour contourner cette difficulté, des approches alternatives ont été mises au point. Nous pouvons citer la technique basée sur l’amplification par PCR de l’ADN ribosomal et, plus récemment, l’utilisation du profilage des protéines par MALDI-TOF-MS ( (Yssouf et al., 2015). La PCR demeure encore la méthode standard d’identification des espèces du complexe gambiae. Elle se base sur le polymorphisme des régions inter-géniques (IGS) non transcrites de l’ADN ribosomal (rDNA) chez An. gambiae s.l., permettant de discriminer les espèces jumelles (Wilkins et al., 2006; Favia et al., 2001; Scott et al., 1993).
Les méthodes de Scott et al. (1993), de Fanello et al. (2001) et de Wilkins et al. (2006) seraient les plus achevées car permettant une identification simultanée de toutes les espèces du complexe. L’approche PCR-RFLP de Fanello et al. (2002) amplifie une portion de l’IGS suivie d’une digestion des produits avec l’enzyme de restriction Hha I pour produire des fragments d’analyse de n’importe quel type d’ADN ribosomal. Actuellement, les deux formes moléculaires sont érigées au rang d’espèce, la forme S devenant An. gambiae Giles et la forme M, An. coluzzii Coetzee & Wilkerson. En même temps, An. quadriannulatus B est devenue An. amharicus Hunt, Wilkerson & Coetzee. A ces trois espèces s’ajoutent les six autres (An. arabiensis, An. melas, An. merus, An. quadriannulatus, An. bwambae et An. comorensis) formant le complexe gambiae (Coetzee et al., 2013).

La distribution du vecteur An. gambiae s.l.

Pour pondre, An. gambiae s.l. préfère les petites collections temporaires d’eau de pluie ou les grandes étendues d’eau permanentes. Les espèces du complexe gambiae présentent des aires de répartition très variées. Bien que toutes les espèces du complexe soient potentiellement des vecteurs (génétiquement compétents), le contraste de caractéristiques biologiques et génétiques observé chez An. gambiae s.l. détermine forcement le rôle vecteur de chacune dans la transmission du paludisme (Carnevale et al., 2009).

Insecticides et lutte anti-vectorielle

Dans le but de détruire les populations de vecteurs, de réduire leur densité et/ou leur longévité avec comme principal objectif la diminution de l’incidence palustre par l’abaissement de l’intensité de la transmission, la lutte anti-vectorielle (LAV) est une des principales stratégies de lutte antipaludique qui cible les vecteurs. Elle comprend trois principales approches stratégiques avec des cibles bien précises selon la bio-écologie et le contexte épidémiologique dans lequel s’effectue la transmission sans oublier le cycle de développement du vecteur.
En effet, la lutte contre les populations larvaires peut s’opérer au niveau des gîtes par plusieurs procédés soit par des mesures d’élimination et/ou de modification ou encore d’aménagement de l’environnement (lutte physique) soit par l’utilisation de produits chimiques par le biais des insecticides larvaires (Temephos ®, Fenitrothion® etc…) sans oublier la lutte biologique par l’introduction d’organismes prédateurs (Gambusia affinis, Poecilia reticula, etc.) et pathogène comme Bacillus thuringiensis var israelensis (OMS, 2014). Elle est indiquée lorsque les gîtes larvaires des vecteurs sont moins nombreux, bien localisés ou encore accessibles. Cette approche de lutte doit être considérée c’est-à-dire envisageable comme un complément aux autres mesures de lutte contre les vecteurs mises en œuvre (WHO, 2013).
La stratégie de lutte adulticide conduit à la diminution du contact homme-vecteur par l’utilisation des moustiquaires imprégnées d’insecticide, l’amélioration des habitats et enfin l’utilisation de répulsifs et spirales anti-moustiques. Les moustiquaires imprégnées sont devenues des outils centraux de ce plan d’action recommandée par l’OMS dans le cadre de l’initiative Roll Back Malaria (RBM) contre l’endémie palustre en Afrique. Par ailleurs, pour que les moustiquaires imprégnées d’insecticides soient totalement efficaces, il faut parfois que les membres de la communauté s’impliquent activent dans la promotion de leur utilisation. Les membres de la communauté doivent donc faire en sorte que les personnes, et notamment les enfants, aillent au lit avant que les vecteurs ne commencent à piquer. Il faut enfin maintenir les moustiquaires en bon état (Mnzava et al., 2001).
A ce jour, seuls les pyréthrinoïdes peuvent être utilisés pour l’imprégnation des moustiquaires, car ils sont efficaces à faible dose, possèdent une rapidité d’action inégalable (effet knock down), ainsi qu’une faible toxicité pour l’homme. Mais l’apparition et l’évolution de la résistance des vecteurs à ces insecticides, ont soulevé le problème de leurs limites d’efficacité (OMS, 2014).
Les stratégies de lutte physique, chimique, et même biologique peuvent aussi être combinées contre les populations de vecteurs dans des situations d’urgence comme les épidémies (OMS, 2014).
Les insecticides sont des substances ayant la capacité de tuer des insectes ou d’autres arthropodes tels que les acariens. La lutte anti vectorielle utilisant des produits chimiques s’appuie actuellement sur quatre classes d’insecticides homologués par le WHOPES, que sont les pyréthrinoïdes, les organochlorés, les organophosphorés et les carbamates auxquelles pourront s’ajouter de nouvelles molécules comme les néonicotinoïdes, en cours de développement et d’essai.
Effet, le système nerveux des insectes constitue la cible principale des insecticides. Ces derniers agissent plus précieusement au niveau des canaux voltage-dépendant (canal sodium) ou sur des récepteurs ionotropes (récepteurs cholinergiques de type nicotinique, à GABA, à L-glutamate). Les pyréthrinoïdes et le DDT modulent les canaux sodium voltage-dépendant, sièges des potentiels d’action. En fonction du mode d’action, les pyréthrinoïdes de synthèse sont respectivement subdivisés en types I et II. Ceux du type I retardent plus longuement l’inactivation des canaux sodiques que ceux du type II. Les pyréthrinoïdes de type I induisent une décharge présynaptique répétitive en bloquant les canaux à sodium, maintenant ainsi les neurones dans un état permanent de dépolarisation. Le prolongement du message nerveux occasionne une incoordination des mouvements (paralysie ou effet knock down) puis la mort de l’insecte effet « killing ». Les pyréthrinoïdes de type II provoquent une dépolarisation de la membrane par libération tonique de neurotransmetteurs, entrainant ainsi la diminution du gradient électrochimique et donc la baisse de l’amplitude des potentiels d’action, d’où la perte de l’excitabilité de la cellule nerveuse (Zlotkin, 1999; Bloomquist, 1996). Les carbamates et les organophosphorés inhibent l’acétylcholinestérase. L’hydrolyse de l’acétylcholine étant ainsi empêchée, son accumulation dans l’espace synaptique cause une hyperexcitabilité nerveuse qui induit la mort de l’insecte.

La Résistance aux insecticides

La résistance est définie comme la sélection d’un caractère héréditaire entraînant l’échec répété d’un insecticide à fournir le niveau de contrôle attendu au sein d’une population d’insectes bien qu’utilisé selon les recommandations d’usage (OMS, 2012).
En d’autres termes, la résistance désigne l’apparition au sein d’une souche, de la faculté de tolérer des doses de substances toxiques qui exerceraient un effet létal sur la majorité des individus composant une population normale de la même espèce selon l’OMS. Il existe différents types de résistance.

La Résistance physiologique

Elle repose sur deux types mécanismes. Il s’agit de la résistance métabolique et de la résistance par modification de la cible ; les deux pouvant être rencontrées chez un même individu multi résistant (Djogbénou, 2009).

La Résistance métabolique

La résistance métabolique aux insecticides est le mécanisme le plus connue chez les arthropodes. Elle correspond à l’augmentation de l’activité de détoxication par l’intervention des classes enzymatiques telles que les glutathion-S-transférases (GST), les oxydases à fonction mixte (MFO) comme les cytochromes P450 et Cyp6 (Cyp6P3 et Cyp6M2) et les estérases. Ces trois classes existent sous de multiples formes chez chaque espèce.
– Les MFO ou mono-oxydases à cytochrome englobent les gènes intervenant dans les réactions d’oxydation. La surexpression du gène Cyp6P3 chez An. gambiae favorise la résistance aux pyréthrinoïdes et au DDT et celle du Cyp6M2 diminue la sensibilité aux carbamates (Djogbenou et al., 2014).
– Des enzymes liant généralement aux molécules toxiques pour les convertir en composées non toxiques, les GST s’impliquent à la résistance de toutes les familles d’insecticides mais plus remarquables pour le DDT (Robert et al., 2016).
– Les estérases sont les enzymes les plus importantes pour la détoxification des insecticides chez les insectes. Les organophosphorés, les carbamates et les pyréthrinoïdes renferment des liaisons carboxyester et phosphotriester soumises aux attaques des estérases. De multiples formes d’estérases sont présentes dans la fraction cytosolique soluble de l’insecte. Parmi les multiples formes d’iso-enzymes qui existent, peu participent au métabolisme des insecticides. Chaque iso-enzymes a probablement une gamme particulière de substrats. Leur surproduction peut jouer un rôle très important dans la résistance.
L’augmentation de la synthèse de ces enzymes semble provenir d’une amplification génique (OMS, 2014).

La Résistance par modification du site de cible :

De nombreux insecticides sont toxiques pour le système nerveux de l’insecte en agissant soit sur les synapses, soit sur les axones. Différentes parties des canaux du système nerveux, comme les canaux sodiques voltage-dépendants, les canaux potassiques, l’ATP-ase, les canaux chloriques ouverts par la GABA et l’acétylcholinestérase sont les sites primaires ciblés par plusieurs classes d’insecticide (Djogbénou, 2009).
En effet, La résistance par modification de cible intervient quand il y a une mutation du récepteur protéinique cible de l’insecticide. Il en résulte une suppression ou une diminution de l’affinité de la cible pour l’insecticide. Les mutations associées à la résistance, comme les mutations kdr (knock-down résistance) aux positions L1014F et L1014S peuvent toucher l’acétylcholinestérase, qui est la cible moléculaire des organophosphorés et des carbamates, ou les canaux sodiques voltage dépendants (pour les pyréthrinoïdes et le DDT). Le gène Ace-1 chez les moustiques code pour l’enzyme acétylcholinestérase (AChE1) au niveau du système nerveux (Weill et al., 2002). Il s’agit d’une mutation ponctuelle conduisant à une substitution d’un acide-aminé la glycine en serine en position 119 (G119S). La résistance à la dieldrine ou celles des récepteurs GABA par la substitution de l’alanine par la serine ou la substitution de l’alanine par la glycine (A296S/G) et la mutation (kdr Leu-Phe) favorisent la résistance aux pyréthrinoïdes et au DDT en Afrique de l’Ouest (Wondji et al., 2011).

La résistance comportementale :

Elle s’explique par un changement de comportement permettant à l’insecte d’éviter le contact avec le produit toxique ou de limiter la durée de ce contact (Djogbénou, 2009). Ce mécanisme peut être dû au stimulus, ce qui implique une reconnaissance de la substance toxique par les récepteurs sensoriels de l’insecte créant une irritabilité (en quittant l’environnement toxique) ou une répulsion (en évitant le contact avec l’insecticide) (OMS, 2014). Le changement de comportement peut être temporaire et disparait au cours des années suivant l’abandon de l’insecticide et l’effet irritant de l’insecticide permet aux moustiques de s’envelopper plus rapidement. Il peut aussi être durable, persistant après l’arrêt d’utilisation massive d’insecticides et se manifeste même sur les surfaces non traitées (Coluzzi, 1958).

Matériels et méthodes

Présentation de la zone d’étude

Données géographiques

Notre travail a été effectué dans les districts sanitaires de Kaffrine, Malem Hodar, Koungheul et Koumpentoum situés dans la zone centrale du Sénégal. Ces localités sont situées dans la région bioclimatique soudano-guinéenne caractérisée par deux grands régimes thermiques : une période de basse température de juillet à février avec des minima thermiques de 21 à 24°C en décembre et janvier et une période de hautes températures entre mars et juin avec des maxima variant entre 31 et 45°C en avril et mai (www.anacim.sn). Cette zone se situe entre les isohyètes de 400 et 800 mm avec une pluviométrie légèrement variable dans le temps et l’espace (ANSD, 2015).
L’humidité relative est très élevée en hivernage où elle dépasse 97% entre août et octobre mais avoisine les 10 % entre janvier et mars (ANSD, 2013).

Données socio-économiques

C’est une zone à vocation essentiellement agricole. A côté des cultures de l’arachide et le coton, se pratiquent des cultures vivrières (mil, niébé, maïs et sorgho). Au cours des dernières années, des pratiques de cultures de contre-saison telles que les pastèques et le maraîchage a été notée (ANSD, 2013).
L’élevage constitue aussi une activité économique majeure tant par l’importance et la diversité des espèces animales exploitées que par le nombre d’individus qu’il occupe à temps plein ou partiel. La plupart des ménages ruraux du département ont des troupeaux de bovins et élèvent de petits ruminants, de la volaille, des équins (ANSD, 2013). Par ailleurs, le commerce informel connaît un véritable essor avec les marchés hebdomadaires communément appelés « Louma » (ANSD, 2013).

Choix des sites d’étude

La zone centrale a été choisie en raison de ses caractéristiques éco-épidémiologiques et de sa grande diversité éco-géographique et entomologique. Son important réseau hydrographique et sa diversité pédologique favorisent la diversification des gîtes anophéliens et leur persistance.

Méthodes d’échantillonnage et élevage des moustiques

Collecte des larves

Le matériel de collecte (Figure 3A) est constitué de louches, de bacs en plastique, de filets à maille et de seaux. Les prospections ont été effectuées au niveau des collections d’eau temporaires ou permanentes, claires, ensoleillées, avec ou sans herbes couvrant au maximum 20% de la surface. Sur place, les gîtes positifs ont été géo-référencés. Le prélèvement des larves et nymphes d’An. gambiae s.l. a été effectué au niveau de ces gîtes naturels par la méthode du «Dipping » (Fig. 6D) qui consiste à prélever de l’eau du gîte à l’aide d’une louche ou d’un bac en plastique et de chercher d’éventuelles larves dans l’eau prélevée.
Une fois prélevées, les larves sont transférées dans des bacs en plastique qui ont ensuite été débarrassées d’éléments prédateurs et des débris indésirables.

Elevage des larves

A l’insectarium, les larves ont été réparties dans des bacs supplémentaires. Les bacs en plastique sont ensuite étiquetés de façon à reconnaitre l’origine de chaque population larvaire. Afin de leur assurer un développement normal et continu, chaque population larvaire a été élevée d’abord dans l’eau de son gîte d’origine qui a été par la suite progressivement remplacée par de l’eau du robinet. L’eau des bacs est renouvelée tous les jours pour éviter toute pollution pouvant entraver le développement des larves ou entrainer leur mort. Les larves sont quotidiennement exposées au soleil pour accélérer leur croissance et nourries régulièrement avec du Tétra Min®. Chaque soir, les bacs sont inspectés et les nymphes sont triées et mises dans des pots placés à l’intérieur de cages d’émergence pour adultes. La date d’émergence et le lieu de collecte sont soigneusement mentionnés sur chaque cage.

Elevage des adultes

Après l’émergence, les adultes ont été élevés dans des conditions standards de température (25±2°C) et d’humidité relative (80±10%) avec des serpillères. Ils ont été quotidiennement nourris avec un tampon imbibé d’une solution d’eau sucrée à 10% renouvelée tous les jours.

Etude de la sensibilité des moustiques aux insecticides

Test de sensibilité aux papiers imprégnés

Les tests de sensibilité ont été effectués selon la méthode standard de l’OMS pour déterminer la proportion de la population de vecteurs résistante à un insecticide donné.
La résistance aux insecticides a été définie comme «la capacité d’une population d’insectes à tolérer des doses d’insecticides qui seraient létales pour la majorité des individus dans une population normale de la même espèce».
L’intensité de la résistance a été également mesurée avec les doses 5X et 10X quand les populations de moustiques testées aux doses diagnostiques (1X) étaient résistantes.

Principe du test papier

La méthode standard de l’OMS consiste à mesurer la mortalité d’au moins cent femelles d’anophèles d’une espèce connue, exposées dans des cylindres, tapissés de papiers imprégnés avec une concentration létale (dose discriminante/diagnostique) d’insecticides homologués par le WHOPES (World Health Organization Pesticides Evaluation Scheme).

Matériel du test de sensibilité

Pour la mesure de la sensibilité des anophèles adultes le kit de test de l’OMS a été utilisé. Il est composé de 7 tubes d’observation à pastille verte, de 5 tubes d’exposition à pastille rouge, des glissières ou lames de fermeture et des pièces de papier blanc (12 x 5 cm), des anneaux d’acier pour les tubes d’observation et de bronze pour les tubes d’exposition, des aspirateurs à bouche, de ruban adhésif, d’un chronomètre, des papiers imprégnés d’insecticide, des fiches de test, d’un crayon, de coton hydrophile et des serpillières.

Table des matières

Introduction
I. Synthèse bibliographique
I.1 Historique et généralités sur le paludisme
I.2 Les vecteurs du paludisme
I.2.1 Répartition des vecteurs du paludisme
I.2.2 Le complexe Anopheles gambiae
I.2.2.1 De la description morphologique à celle cytogénétique et moléculaire
I.2.2.2 La distribution du vecteur An. gambiae s.l.
I.3 Insecticides et lutte anti-vectorielle
I.4 La Résistance aux insecticides
I.4.1 La Résistance physiologique
I.4.2 La Résistance métabolique
I.4.3 La Résistance par modification du site de cible
I.4.4 La résistance comportementale
II. Matériels et méthodes
II.1 Présentation de la zone d’étude
II.1.1 Données géographiques
II.1.2 Données socio-économiques
II.1.3 Choix des sites d’étude
II.2 Méthodes d’échantillonnage et élevage des moustiques
II.2.1 Collecte des larves
II.2.2 Elevage des larves
II.2.3 Elevage des adultes
II.3 Etude de la sensibilité des moustiques aux insecticides
II.3.1 Test de sensibilité aux papiers imprégnés
II.3.2 Principe du test papier
II.3.2.1 Matériel du test de sensibilité
II.3.2.2 Insecticides testés et doses
II.3.2.3 Préparation du test
II.3.2.4 Procédure du test
II.3.2.4.1 Phase d’observation pré-exposition
II.3.2.4.2 Phase d’exposition de 60 minutes
II.3.2.4.3 Phase d’observation post-exposition
II.3.2.5 Critères de validation du test standard et interprétation des résultats
II.3.2.6 Interprétation des résultats des tests d’intensité
II.3.3 Utilisation de synergiste (couplage synergiste et insecticide)
II.3.3.1 Principe du test
II.3.3.2 Procédure
II.3.4 Critère de validation des résultats au principe du test papier
II.3.5 Détermination des mécanismes de résistance métabolique par synergiste PBO et interprétation des résultats
II.3.6 Traitement et conservation des échantillons
II.4 Traitements des échantillons au laboratoire
II.4.1 Extraction de l’ADN génomique des moustiques par la méthode CTAB 2%
II.4.2 Amplification d’ADN par réaction de polymérase en chaine (PCR)
II.4.3 Visualisation des produits de PCR
II.4.4 Identification moléculaire des espèces du complexe An. gambiae par PCR
II.4.5 Recherche des mutations Kdr
II.4.5.1 Amplification de la mutation kdr West
II.4.5.2 Amplification du gène kdr East
II.4.5.3 Amplification de la mutation Ace-1R
III. Résultats et Discussions
III.1 Résultats
III.1.1 Sensibilité aux insecticides des populations d’An. gambiae s.l.
III.1.1.1 Sensibilité d’An. gambiae s.l. aux insecticides
III.1.1.1.1 Avec la dose standard (1X)
III.1.1.1.2 Avec les doses d’intensité (5X et 10X)
III.1.2 Bio-essais avec le PBO
III.1.2.1 Pipéronyl butoxide (PBO)
III.1.2.2 Pour la Perméthrine
III.1.3 Identification moléculaire des espèces du complexe An. gambiae
III.1.3.1 Recherche des mutations Kdr East et West
III.1.3.2 Recherche de la mutation Ace-1R
III.2 Discussion
Conclusion et Perspectives
Référence bibliographie

Télécharger le rapport complet