Soutenance mémoire
HISTORIQUE DE LA TUBERCULOSE
La tuberculose est une maladie aussi ancienne que l’existence de l’homme sur la terre. Elle existait à l’époque néolithique et la première reconnaissance officielle date de 2400 avant J.C. On en trouvait en Egypte pharaonique, Inde antique et Extrême-Orient. Ainsi, à l’époque, Hippocrate (médecin grec) parla du mot « phthisis » du grec qui signifie (dépérissement), (consomption). Dès 1865, VILLEMIN démontra formellement la transmissibilité de l’infection à Mycobacterium tuberculosis. Depuis la découverte en 1882 du bacille tuberculeux par Robert koch la tuberculose continue d’être un problème de santé publique [9]. Cependant, la seule chance de guérison pour les tuberculeux était la cure “hygiéno-diététique” et le repos dans des établissements spécialisés (sanatoria)[10]. Ainsi Albert Calmette et Camille Guérin mettent au point le BCG en 1921[11]. En 1944, Selman Abraham Waksman découvre le premier antituberculeux actif du nom de streptomycine. Ce qui lui a valu un prix Nobel en 1952. Les autres antibiotiques y suivent : Isoniazide en 1952 par Grunberg et Schmitzer (U.S.A.), Cyclosérine en 1955, Ethionamide et Prothionamide (Trévintix) en 1956, Pyrazinamide 1968, Ethambutol 1961 en USA par Wilkinson (U.S.A.) et en 1970 en France et enfin la Rifampicine en 1969 par Maggi (milan). Enfin, le séquençage complet du génome de Mycobacterium tuberculosis fut réalisé en 1998.[10]
La primo-infection
C’est la première contamination d’un individu non immunisé. Elle est le plus souvent asymptomatique et bénigne. Elle est suspectée seulement quand le malade présente de la fièvre, un malaise ou une perte de poids. La tuberculose primaire s’accompagne parfois d’adénopathies hilaires unilatérales, d’un infiltrat parenchymateux et/ou d’un épanchement pleural. La primoinfection est révélée par une réaction tuberculinique positive. La tuberculose primaire peut aussi s’accompagner d’un érythème noueux, sous forme de nodules rouges et douloureux sur la face antérieure des jambes. Des complications de la primo-infection peuvent survenir, en particulier chez les enfants en bas âge, les personnes âgées et les sujets immuno-déficients [18].
Examen microscopique
L’examen microscopique des produits d’expectoration constitue une étape fondamentale du diagnostic de la tuberculose. Il permet la mise en évidence des B.A.A.R par l’examen des expectorations colorées par la méthode de Ziehl-Neelsen ou par l’auramine [13]. Cependant, il ne permet pas de différencier MTBC des autres mycobactéries, l’acide alcoolorésistant et la fluorescence étant des caractéristiques communes de toutes les espèces du genre Mycobactérium [21]. La positivité de l’examen microscopique direct indique en outre que le malade est potentiellement contagieux pour son entourage. Pour la coloration de Ziehl Nelseen, les bacilles acido-alcoolo-résistants apparaissent rouges sur un fond bleu (figure 3A) par contre la coloration à l’auramine les fait apparaitre jaunes sur un fond noir (figure 3B) [13]. L’examen microscopique est la méthode initiale de diagnostic de la tuberculose en raison de sa rapidité, de sa simplicité et de son faible coût. Cependant, sa faible sensibilité et le fait qu’un pourcentage important de transmission du bacille est dû à frottis négatifs, limite l’utilité de cette technique.
Les médicaments injectables : amikacine, kanamycine et capréomycine
La kanamycine (KM) et son dérivé l’amikacine (AMK) sont également des inhibiteurs de la synthèse protéique qui modifient la structure ribosomiale au niveau de la 16S rARN. Les mutations en position 1400 de 16S rARN (rrs) sont en association avec une résistance de haut niveau à l’égard de la KM et de l’AMK. La CPM (capréomycine) est un antibiotique du type polypeptide. Il a été démontré qu’un gène appelé tlyA codant la méthyltransférase de rARN est impliqué dans la résistance à la CPM. La méthyltransférase de rARN modifie le nucléotide C1409 dans l’hélice 44 de 16S rARN et le nucléotide C1920 dans l’hélice 69 de 23S rARN. Divers types de résistance croisée peuvent s’observer entre KM, AMK, CPM ou viomycine (VM). Les mutants résistants à la CPM et à la VM pourraient être porteurs des mutations thyA, C1402T, ou GI484T rrs, alors qu’une mutation A1401G rrs existerait dans les mutants résistants à la CPM mais non à la VM. Une mutation A1401G pourraient provoquer une résistance à la KM et à la CPM mais non à la VM. Dans les mutants résistants à la CPM, KM et VM, il pourrait y avoir dans le gène rrs soit une mutation C1402T, soit une mutation G1484T. Des mutations multiples peuvent survenir dans le gène rrs dans une seule souche, ce qui lui conférerait une résistance croisée pour ces divers agents. Les souches résistantes à la SM sont habituellement encore sensibles à la KM et à l’AMK.[41]
Extraction d’ADN
Les expectorations décontaminées sont soumises à une extraction manuelle d’ADN par la solution DNA extraction incluse dans le coffret du kit Seegene (Annexe III). L’extraction est effectuée selon les instructions du fabricant du kit seegene Anyplex™ II MTB/MDR/XDR Detection assay (TB7500Y/ Altenhofstrasse 80, D-66386 St.ingbert, Germany/Taewon Bldg., 91, ogeum-ro, Songpa-gu, Seoul, Republic of Korea). En effet 2 ml du culot décontaminé est transféré dans un tube Eppendorf puis centrifugé pendant 5 min à 15000 rpm. Le surnageant est élimé et on rajoute 100 μl de DNA extraction puis vortexer environ 30s pour homogénéiser la solution. Ensuite on incube à sec pendant 20 min à 95°c. Enfin on fait une centrifugation de 5 min à 15000 rpm et le surnageant récupéré contient la solution d’ADN conservée à -20°C en attendant la manipulation (Annexe VI).
Mono-résistance à la Rifampicine (MONO-RIF)
Dans notre étude, la mono-résistance à la rifampicine est 9,75% dans le groupe des nouveaux cas et 8,88% dans le groupe des anciens cas avec antécédents de traitement. Notre taux de mono-résistance à la rifampicine chez les patients naïfs de traitement est plus élevé au 3,5% décrit en Somalie par Sindani [52] et au 2,2% en Inde par Malhotra [53]. Cependant il est inférieur au 19,42% trouvé en Inde [44] et en au 23,5% en Arabie saoudite [54]. Dans le groupe des patients avec antécédents de traitement, notre niveau de mono-RIF est similaire au 7,7% en Allemagne, supérieure au 2,6% au Sri Lanka [55], au 1,2% trouvé par Banu au Bangladesh [56] et est inférieure au 13,4% en Uganda [55]. Ce taux de mono-résistance était relativement bas en faveur de la multi-résistance.
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
Nos résultats ont montré que les mono-résistances à la rifampicine, à l’isoniazide et aux fluoroquinolones et, l’ultra-résistance XDR sont faibles alors que la multi-résistance MDR est élevée dans notre population d’étude. La mono-résistance à la rifampicine et à l’isoniazide, les multi-résistances MDR et XDR sont significativement plus élevées chez les patients avec antécédents de traitement que chez les patients naïfs. Les mutations de résistance sur les gènes rpoB et KatG sont très élevées et celles sur les gènes inhA, gyrA, rrs et son promoteur eis sont faibles. Cependant, les mutations sur les gènes rpoB, katG et inhA sont significativement plus élevées chez les anciens patients que chez les patients naïfs de traitement.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : REVUE DE LA LITTERATURE
I. HISTORIQUE DE LA TUBERCULOSE
II Généralité sur les mycobactéries
II.1 Caractères généraux sur les mycobactéries
II.2 Classification
II.3 Caractère génétique
II.4 Transmission et symptômes de la tuberculose
II.4.1 Transmission
II.4.2 La primo-infection
II.4.3 La tuberculose maladie : tuberculose pulmonaire
II.4.4 La tuberculose extra pulmonaire
III Epidémiologie de la tuberculose
III.1 Dans le monde
III.2 En Afrique
III.3 Au Senegal
IV Diagnostic bactériologique
IV.1 Diagnostic direct
IV.1.1 Examen microscopique
IV.1.2 Culture
IV.2 Diagnostic indirect
IV.2.1 Diagnostic immunologique
IV.2.1.1 L’intradermo-réaction a la tuberculine (IDR) : test a la tuberculine ou de Mantoux
IV.2.1.2 Les tests de libération d’interféron gamma : tests IGRA
IV.3 Diagnostic moléculaire : Méthodes d’amplification génique
V. Traitement
V.1 Traitement préventif
V.1.1 VACCIN BCG
V.1.2 Chimio-prophylaxie
V.2 Traitement curatif
VI. Résistance aux antibiotiques antituberculeux : définition et mécanismes
VI.1 Différents types de résistance
VI.1.1 La résistance primaire
VI.1.2 La résistance acquise ou secondaire
VI.1.3 Tuberculose multi résistance (TB-MDR)
VI.1.4 Tuberculose ultrarésistante (TB-XDR)
VI.2 Mécanismes d’action et de résistance aux antituberculeux majeurs
VI.2.1 Antituberculeux de première ligne
VI.2.1.1 Isoniazide
VI.2.1.2 Rifampicine
VI.2.2 Antituberculeux de seconde ligne
VI.2.2.1 les fluoroquinolones
VI.2.2.2 Les médicaments injectables : amikacine, kanamycine et capréomycine
DEUXIEME PARTIE : NOTRE ETUDE
I. Objectifs de l’étude
I.1 Objectif général
I.2 Objectifs spécifiques
II. METHODOLOGIE
II.1 Concept et cadre d’étude
II.2 Population d’étude
II.3 Prélèvement, collecte et transport des échantillons
II.4 Décontamination
II.5 PCR multiplex de détection des mutations de résistance
II.5.1 Extraction d’ADN
II.5.2 AMPLIFICATION
II.5.3 REVELATION
II.6 Analyses statistiques
III. RESULTATS ET DISCUSSION
III.1 : RESULTATS
III.1.1 Population d’étude
III.1.1.1 Répartition de la population selon le sexe et l’âge
III.1.1.2 Répartition de la population selon le sexe et le type de patients
III.1.1.3 Répartition des patients selon le type de patient et l’histoire du traitement
III.1.2 Résistance de première ligne et second ligne des mycobactéries
III.1.3 Fréquence et type de mutations de résistance
III.2 Discussion
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
REFERENCES
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