LLLALI
La phosphoprotéine (P) et les protéines non structurales (V et W)
De poids moléculaire de 42 kDa, la phosphoprotéine ou protéine P est composée de 395 acides aminés (Yusoff & Tan, 2001). Elle fait partie du complexe transcriptase-réplicase de l’APMV-1 (Hamaguchi et al., 1983a). Elle est le principal produit obtenu avec le cadre de lecture ouvert (ORF) du gène P (Peeters et al., 2004). Elle constitue un cofacteur de la polymérase virale L (ARN polymérase ARN dépendante). Ces deux protéines jouent ensemble un rôle central dans la réplication et la transcription du génome (Hamaguchi et al., 1985; Hamaguchi et al., 1983a) ainsi que dans la stabilisation du complexe P-L (Smallwood et al., 1994). Elle peut aussi jouer le rôle de chaperon pour éviter l’encapsidation accidentelle des ARN non viraux par la nucléoprotéine avant l’assemblage du complexe NP-ARNv (Errington & Emmerson, 1997). Comme tous les virus de la sous-famille Paramyxovirinae, le gène P de l’APMV-1 peut être transcrit en deux autres protéines non structurales V et W par le mécanisme de « stuttering » ou de bégaiement, caractérisé par l’arrêt et le glissement du complexe de transcription sur la matrice, par insertion d’une (G) ou de deux (2G) guanosines au niveau du site d’édition situé entre les positions 476 et 489 (Hausmann et al., 1996; Kolakofsky et al., 2005; Steward et al., 1993). L’analyse des ARN messagers (ARNm) produits à partir du gène P montre que 68% d’entre eux sont des P-ARNm, 29% des V-ARNm et seulement 2% des WARNm (Mebatsion et al., 2001). Les protéines accessoires V et W sont impliquées dans la régulation de l’expression virale et interfèrent dans les réponses cellulaires antivirales (Gotoh et al., 2001; Jang et al., 2010).
Attachement et pénétration du virus dans les cellules hôtes
La glycoprotéine HN initie l’attachement des virions aux récepteurs cellulaires. L’activation de la glycoprotéine F permet ensuite la fusion, à pH neutre, de l’enveloppe virale et de la membrane plasmique de la cellule cible, ce qui conduit la libération de la ribonucléocapside dans le cytosol. Ces deux glycoprotéines assurent les premières interactions entre le virus et la cellule cible (Scheid & Choppin, 1974; Yusoff and Tan, 2001). La HN virale s’attache aux recepteurs cellulaires qui sont constitués par deux types de résidus d’acide sialique : acide Nacetylneuraminique ou l’acide N-glycolylneuraminique (Suzuki et al., 1985). L’interaction de la glycoprotéine HN avec le récepteur cellulaire entraîne un changement de conformation dans cette protéine (Figure 10) qui, à son tour, active la glycoprotéine F (Lamb & Kolakofsky, 2001b). L’activation de la glycoprotéine F entraîne une rupture de structure entre les deux hélices alpha HRA et HRB (Gravel & Morrison, 2003; Stone-Hulslander & Morrison, 1999). Les deux hélices alpha se réassocient ensuite permettant aux peptides de fusion d’interagir et de s’orienter vers la membrane cellulaire. Le rapprochement des membranes virales et cellulaires a lieu au cours de ce processus favorisant ainsi la fusion et l’injection du RNP dans le cytosol (Hernandez et al., 1996; Morrison, 2003). Les cellules infectées exprimant les glycoprotéines de surface F et HN peuvent fusionner avec des cellules environnantes (Hernandez et al., 1996). En culture cellulaire, la formation de cellules géantes multi-nucléées peut être observée et est considérée comme caractéristique des infections dues aux paramyxovirus (Hernandez et al., 1996).
Distribution des souches et les panzooties
a. Distribution : La MN est une infection enzootique dans de nombreux pays en développement, principalement en Asie et en Afrique (Alders & Spradbrow, 2000). En Europe et aux États-Unis, où la MN est contrôlée par des mesures de biosécurité et de vaccination, des épizooties occasionnelles de gravité variable sont encore observées (Barbezange & Jestin, 2005a; Barbezange & Jestin, 2005b; Czeglédi et al., 2002; Herczeg et al., 1999; Krapez et al., 2010; Kuiken, 1998; Kuiken et al., 1998; Kuiken et al., 1999). Ces épizooties occasionnelles sont causées essentiellement par les génotypes V, VI et VII en Europe ; V et VI en Amérique (Kim et al., 2008; Oliveira et al., 2000). Actuellement, les génotypes VI et VII sont à l’origine de la majorité de la mortalité due à la MN en Asie, en Afrique et en Europe (Terregino et al., 2003; Ujvari, 2006). Le génotype VIII a été trouvé en Asie et en Afrique australe (Abolnik et al., 2004; Yu et al., 2001). Bien que certains génotypes soient localisés dans une région géographique déterminée (Figure 17), les génotypes I/II dans la classe II et les APMV-1 dans la classe I circulent partout dans le monde. Ces derniers sont généralement avirulents et/ou lentogènes. Ils ont une distribution mondiale chez les oiseaux aquatiques sauvages qui constituent leur réservoir (Kim et al., 2007a). Les souches vaccinales les plus utilisées actuellement dans les différents continents sont des APMV-1 classe II lentogènes dans les génotypes I et II.
b. Les panzooties de la MN : Depuis la première description de la MN en 1926, trois panzooties se sont succédé. La première panzootie de 1926 à 1960 a été causée par les génotypes II, III et IV; la deuxième de 1960 à 1973 par les génotypes VIa, V et VIII et la troisième (1970-1980) par les sous-génotypes VIc, VIb et VId. Depuis 1990, le génotype VII est prévalent en Asie, Europe et Afrique (Aldous et al., 2003; Huang et al., 2004; Lee et al., 2004; Liu et al., 2003a; Mase et al., 2002; Tsai et al., 2004).
Résultats d’analyse virologique dans les deux compartiments (I et II) des oiseaux domestiques
Les analyses de criblage virologique par QRT-PCR effectuées chez les oiseaux domestiques (n= 547) pendant l’enquête de prévalence de 2008, ont révélé 29 échantillons positifs, soit une prévalence virologique de 5,3% [IC95 : 3,97% à 6,62%]. Parmi les positifs, six échantillons proviennent de palmipèdes (quatre canards communs et deux oies), soit une prévalence virologique de 1,1% [IC95 : 0,22% à 1,98%]. Cependant 89% de ces échantillons positifs (soit 26/29) correspondent à des poules (Gallus gallus). Sur les 180 oiseaux domestiques analysés pendant la surveillance épidémiologique réalisée en 2009 uniquement au lac Alaotra, 19 ont été APMV-1 positifs avec une prévalence virologique de 10,6% [IC95 : 7,43% à 13,79%], soit deux fois plus élevée que celle de l’enquête précédente. Parmi ces 19 échantillons positifs, sept proviennent des palmipèdes (cinq canards communs et deux oies), ce qui correspond à une prévalence virologique de 3,8% [IC95 : 1% à 6,6%], également plus élevée que celle de l’enquête de 2008.
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Table des matières
LES AUTRES PUBLICATIONS, CONFERENCES ET POSTERS EN RELATION AVEC LE SUJET
CHAPITRE I: INTRODUCTION GENERALE
CHAPITRE II: REVUE BIBLIOGRAPHIQUE ET CONTEXTE SUR LA MALADIE DE NEWCASTLE A MADAGASCAR
A. Revue bibliographique sur la maladie de Newcastle
1. Historique
2. Etiologie et classification
3. Structure et organisation du virion
4. Cycle viral
5. Evolution et épidémiologie moléculaire des souches d’APMV-1
1. Distribution des souches et les panzooties
2. Epidémiologie
3. La vaccination
B. Contexte actuel de paramyxovirus aviaire type 1 (APMV-1) chez les oiseaux domestiques et sauvages aquatiques à Madagascar et objectifs de cette étude
1. Aviculture à Madagascar
2. Les oiseaux sauvages
3. Projet GRIPAVI
4. Les principaux objectifs de cette étude
CHAPITRE III: MATERIELS ET METHODES
A. Caractérisation des souches d’AMPV-1 circulantes
1. Zone d’étude
2. Locaux et types de prélèvement
3. Analyse sérologique
4. Analyse virologique
5. Analyses Moléculaires
B. Détermination de l’indice de pathogénicité intracérébrale ou IPIC
C. Essai vaccinal avec une souche du génotype XI
1. Essai vaccinal réalisé au FOFIFA-DRZV
2. Essai vaccinal réalisé à l’UVIPAC (ANSES-Ploufragan)
3. Déclaration d’éthique
CHAPITRE IV: RESULTATS
Partie 1: Détermination de la circulation des souches d’APMV-1 par l’analyse sérologique et virologique
A. Analyses sérologiques
1. Résultats des analyses sérologiques dans les deux compartiments d’oiseaux domestiques (I et II)
2. Résultats des analyses sérologiques chez les oiseaux sauvages aquatiques (compartiment III) en 2009
B. Analyses virologiques
1. Résultats d’analyse virologique dans les deux compartiments (I et II) des oiseaux domestiques
2. Surveillance épidémiologique dans le compartiment III des oiseaux sauvages aquatiques
Partie 2: Caractérisations phylogénétiques des souches circulantes
A. Isolement viral et séquençage
1. Les isolats obtenus dans cette étude
2. Les produits de QRT-PCR
B. Analyses phylogénétiques des souches isolées au cours de cette étude (2008 – 2009)
1. Analyse basée sur les isolats
2. Analyse phylogénétique à partir des produits de QRT-PCR
3. Pathotypage moléculaire des souches circulantes
Partie 3: Caractérisation moléculaire des souches circulantes
A. Caractérisation moléculaire des souches malgaches dans le génotype XI
1. La protéine de fusion (F)
2. La protéine hémagglutinine-neuraminidase (HN)
B. Caractérisation moléculaire des souches du génotype I issues des oiseaux sauvages
C. Caractérisation moléculaire des souches malgaches du génotype III issues des oiseaux domestiques
Partie 4: Analyses biologiques sur les poulets
A. Détermination de l’index de pathogénicité intra cérébrale ou ICPI des deux souches malgaches MG-1992 et MG-725/08
B. Protection issue des vaccins commercialisés à Madagascar contre la souche MG-1992 du génotype XI
1. Détermination de la létalité de la souche MG-1992 et du délai de survie
2. Evaluation de la protection vaccinale contre la souche MG-1992
C. Protection conférée au poussin EOPS par la vaccination HB1 vivant/La Sota-Clone 30 inactivé contre la souche malgache MG725/08 du génotype XI
1. Protection clinique
2. Détermination de l’excrétion virale après l’épreuve de virulence
CHAPITRE V: DISCUSSION
Partie 1: La maladie de Newcastle et les souches d’APMV-1 circulant à Madagascar
Partie 2: Caractéristiques des APMV-1 dans le génotype XI et leur évolution
Partie 3: Protection croisée entre les souches vaccinales et les souches du génotype XI
CHAPITRE VI: PERSPECTIVES ET CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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